1. Remojar en un recipiente, 500 gr. de dientes de ajo grandes o 350 gr. de dientes pequeños en agua tibia (40C) durante 15 minutos. Mantener el re-cipiente tapado todo ese tiempo.

2. Separar las catáfilas de la pulpa de los dientes y transferirlas a otro re-cipiente conteniendo agua tibia (40C). Dejar el recipiente tapado a tem-peratura ambiente durante toda la noche o 24 horas.

3. Las pulpas de los dientes sin catáfilas se tratan de la misma manera que a las catáfilas como a se ha explicado en el punto 2.

4. Pasar las suspensiones de las catáfilas y de las pulpas de los dientes a través de los tamices de 500 y 35 um.

5. Recuperar los nemátodos retenidos en el tamiz de 35 um. y examinar bajo el estereoscopio.

6. Si la suspensión de nemátodos esta muy turbia, puede transferirla a tubos de centrifuga y agregarles media cucharadita de caolín, agitar con una varilla de vidrio durante dos minutos y centrifugar a 1000 revoluciones por 2.5 minutos.

7. Recuperar los nemátodos del sobrenadante de los tubos.

MÉTODO DE EXTRACCIÓN DE DITYLENCHUS DE SEMILLA SEXUAL O MATERIAL VEGETAL DE AJO, CEBOLLA O ALFALFA

1. Pesar 10 gr de semilla sexual o 100 gr. de material vegetal.

2. Procesar la semilla o el material vegetal por el método de la bandejita (Canto-Sáenz, 1982) colocándolos sobre el papel higiénico o papel facial pero cubriéndolos con agua tibia (40C). Dejarlos al medio ambiente durante 24 horas.

3. Recuperar los nemátodos en un tamiz de 35 um. y transferirlos en una placa de contaje.

MÉTODO DE EXTRACCIÓN DE DYTYLENCHUS DEL FOLLAJE

1. Pesar 100 g de tejido vegetal

2. Cortar el material vegetal en trozos de 2 cm de longitud.

3. Licuar los trozos en agua de caño por un minuto a velocidad normal.

4. Pasar la suspensión con nemátodos a través de los tamices de 500 y 35 um. Enjuagar bien el material vegetal y recuperar los nemátodos retenidos en el tamiz de 35 um.

1. Pesar 5 gr de raíces frescas.

2. Cortar el material vegetal en trozos bien pequeños de 0.5 cm de longitud.

3. Colocar las raíces dentro de un Erlenmeyer de 250 ml.

4. Llenar con agua de modo que las raíces queden suspendidas.

5. Colocar el Erlenmeyer sobre un agitador mecánico y dejarlo por 24 horas.

6. Pasar el contenido del Erlenmeyer por 2 tamices (250 um. sobre 38 um.).

7. Colectar los nemátodos del tamiz en una plaquita y observar al estereos-copio.

- Anillo nervioso

- Anfidio Meloidogyne Macho

- Fasmidio normal Helicotylenchus

- Fasmidio ensanchado Scutellonema

- Hemizonidio Belonolaimus

Ciclo de Vida

- Vermiformes: Huevos

J1

J2

J3

J4

Adulto Macho

Adulto Hembra

- Ensanchados Masa de Huevos

J1

J2

J3

J4

Adulto Macho

Adulto Hembra

Objetivos:

1. Introducción a la experimentación de control químico de nematodos en labo-ratorio.

2. Observar el efecto de Benlate* en la emergencia de juveniles de Globodera

3. Determinar si Benlate es nematicida o nemastático.

El Benlate es un nematicida que se puede usar en experimentos de laboratorio sin tomar rigurosas precauciones y cuidados. Sin embargo la gran mayoría de nematicidas son muy tóxicos para las personas y tendría que trabajarse en una cámara extractora de aire o con una máscara protectora y guantes.

Materiales:

1. Placas de contaje y canastillas para pruebas de eclosión

2. Plantas de papa de 2 meses de edad y en macetas de arcilla.

3. Quistes de Globodera.

4. Benlate

5. Agua de caño y 7 pipetas de 10 ml.

I. Remojo de los quistes por 1 semana en agua de caño y cambios semanales de exudado radicular.

II. Remojo de los quistes por 1 semana en agua de caño, exposición por 1 semana en suspensión de 100 ppm de Benlate en exudado radicular y cambios semanales de exudado radicular.

III. Remojo de los quistes por 1 semana en agua de caño, exposición por 1 semana en suspensión de 50 ppm de Benlate en exudado radicular y cambios semanales de exudado radicular.

IV. Remojo de los quistes por 1 semana en agua de caño, exposición por 1 semana en suspensión de 10 ppm de Benlate en exudado radicular y cambios semanales de exudado radicular.

Nº de repeticiones = 3 Total = 12 placas.

1. Prepare las placas, mallas, quistes y exudado radicular para la prueba de eclosión de huevos. Coloque al azar 10 quistes por malla y agrégueles 10 cc de agua de caño.

2. Prepare una suspensión madre de 1000 ppm de Benlate osea 40 mgr de Benlate y 40 cc de agua y preparar 100 cc de suspensiones de Benlate a 100, 50 y 10 ppm, proceda de acuerdo a las siguientes cantidades:

3. Después de una semana cuente al microscopio estereoscópico el Nº de J₂ emer-gidos, elimine el líquido con los J₂ emergidos y haga el cambio respectivo en cada tratamiento con 10 cc de la suspensión indicada.

4. Cada semana cuente el número de J₂ emergidos, elimine el líquido con los J₂ emergidos y haga el cambio de líquido respectivo de cada tratamiento con 10 cc del líquido indicado.